Un año Investigando en Cáncer de Pulmón

Septiembre 2016

 

Hola a todos, bienvenidos al increíble mundo de la investigación médica! Me llamo Adrián Vallejo Blanco y seré el encargado de contaros -de manera muy sencilla y breve- lo que hacemos a diario en un laboratorio de biología molecular.

Os voy a contar primero un poco sobre mi vida. Nací en Burgos en 1992, donde estudié hasta los 18 años. Allí tengo a mis mejores amigos y a casi toda mi familia. Solía pasar los veranos junto con mi hermana en Villafuertes, mi pequeño pueblo donde pasamos los mejores veranos de nuestra vida. Ese verano de los 18, decidí estudiar en la Universidad de Navarra. Me gradué en 2014 en Biología Clínica, y un año después finalicé un Máster en Investigación Médica Aplicada. Fue ahí donde decidí especializarme en la rama de Oncología, -lo que comúnmente llamamos cáncer-.

No sabría deciros muy bien por qué me decanté por ciencias de la salud, imagino que quienes nos dedicamos a esto, tenemos una especial sensibilidad por la vida y la salud de los demás.

Éste mes de septiembre, he comenzado en Pamplona mi segundo año de Doctorado en el Centro de Investigación Médica Aplicada –CIMA-, un año en el que me iréis acompañando en cada avance que realicemos.

Simplemente adelantar que investigamos en cáncer de pulmón y de páncreas, y tratamos de inhibir de manera indirecta un oncogén llamado KRAS.

¡Nos vemos pronto! Un abrazo.

Octubre 2016

Buenos días a todos!

Como ya sabéis, en nuestro laboratorio trabajamos estudiando la vía de regulación de un oncogén llamado KRAS, el más comúnmente mutado en el adenocarcinoma de pulmón, presente en más de un 25% de los pacientes. La inhibición directa de éste oncogén supondría un gran avance en el tratamiento del AC de pulmón, pero tras intentarse durante décadas sin un éxito notable, parece que la solución pasa por inhibir de forma indirecta la acción de KRAS.

Una de las estrategias para lograrlo, es tratar de inhibir otros genes de la vía de señalización de KRAS y ver si la inhibición produce un efecto negativo en las células donde KRAS está mutado.

Para hacerlo tenemos que trabajar con 1)  líneas celulares humanas  de cáncer de pulmón que tengan la mutación KRAS y 2) líneas celulares humanas de cáncer de pulmón que NO tengan  la mutación. Las NO mutadas nos servirán como controles, de modo que si vemos un efecto al inhibir un gen en las que si tienen KRAS mutado -pero no en las controles- sabremos que ese gen es funcionalmente relevante en la vía de KRAS y un buen candidato frente al que desarrollar terapias.

Durante este mes, hemos estado caracterizando los niveles de expresión de nuestros genes candidatos en 1) las células KRAS mutadas y 2) en las NO mutadas y hemos observado que gran parte de los genes candidatos están sobrexpresados en las células mutantes y no en las controles, lo que supone un muy  buen dato de partida.

Estos datos concuerdan con nuestra hipótesis, que defendía que:  si un gen es importante en el desarrollo y formación de un tumor dirIgido por el oncogén KRAS , es lógico esperar que en esas células tumorales nuestros genes candidatos estén sobrexpresados -en comparación con las células control-.

Con estos buenos datos de partida, el siguiente paso será inhibir genéticamente estos genes y ver el efecto que obtenemos en la células tumorales.

En ésta imagen que adjuntamos, se muestran algunos de los genes que intervienen en la regulación de una célula y como se relacionan entre ellos. Como  ya hemos explicado más arriba, nuestro objetivo es inhibir KRAS (se encuentra rodeado en rojo), inhibiendo genes que quedan por debajo en su vía de señalización.

¡Un saludo y hasta la próxima!

 

 

Noviembre 2016

¡Hola de nuevo!

Hoy os voy a contar en qué consiste y cómo funciona una de las técnicas más habituales con las que se trabaja en un laboratorio de biología molecular.

Como ya recordareis, para estudiar si un gen es importante en un proceso tumoral o no, trabajamos con distintas líneas celulares, 1) unas mutadas y otras 2) no mutadas que son nuestras células control.

Anteriormente vimos que muchos de los genes que estábamos estudiando, estaban sobreexpresados en las células KRAS mutantes pero no es las células control. Probablemente, esos genes son importantes para que las células tumorales adquieran esas características pro-tumorales.

¿De qué forma podemos comprobar si un gen es realmente necesario para que una célula tumoral sobreviva?. Pues la respuesta es sencilla, vamos a inhibir ese gen y ver qué efecto produce en la célula, si detiene su crecimiento, si deja de dividirse, si se suicida por “apoptosis”, si muere, etc.

Y, ¿cómo lo hacemos?. ¡Usando virus modificados!. A continuación os voy contando como ocurre todo paso a paso y acompañado de una imagen para que se entienda mejor.

Lo primero es “armar” el virus (1) con la secuencia de ADN correcta (2) para inhibir nuestro gen. El virus llegará a la célula y la infectará con esa secuencia que nosotros hemos diseñado. La secuencia de ADN entra hasta el núcleo de la célula, y comienza a producir muchas moléculas de ARN con forma de horquilla a las que llamamos shRNAs (3).

Cuando este shRNA sale del núcleo, unas moléculas lo reconocen y lo modifican, le cortan el extremo circular (4) y separan las hebras -la roja y la negra- (5). La hebra roja se transporta hasta la zona de nuestro ADN (6) donde está la secuencia específica del gen que queremos inhibir y se una a él. Una vez se ha unido la molécula de ARN -roja- a nuestro gen -negro-, la molécula verde degrada todo el complejo (7), impidiendo que nuestro gen de interés se exprese en la célula.

Y así, utilizando virus, conseguimos silenciar genes de nuestro ADN para poder estudiar su función en la célula. El mes que viene, os contaré qué hemos observado en las células tumorales KRAS mutantes cuando inhibimos esos genes clave.

¡Hasta pronto!

 

Diciembre 2016

Buenos días, hoy continuamos con el post de diciembre!

El mes pasado estuvimos tratando de producir unos virus modificados genéticamente, ¿os acordáis para qué? En los meses anteriores vimos que muchos de los genes que estábamos estudiando estaban sobreexpresados en las células KRAS mutantes pero no en las células control. Muy probablemente, esos genes que estamos persiguiendo son importantes para que las células tumorales adquieran esas características “malignas” y si los inhibimos, es posible que logremos detener o frenar el crecimiento de esas células tumorales.

Armados los virus con los shRNAs para silenciar nuestros genes, procedemos a infectar nuestras células de trabajo, las que son 1) KRAS mutadas y las que usamos como 2) control. Pero, ¿cómo sabremos si hemos conseguido infectar las células con nuestros virus? La solución es bastante inteligente: el virus, además de transportar la secuencia de shRNA para inhibir nuestro gen de interés, lleva un gen de resistencia a un antibiótico que es capaz de conferir a la célula que infecta, la capacidad de resistir su  toxicidad.

Para seleccionar las células que hemos conseguido infectar, añadimos un antibiótico concreto al medio de cultivo y esperamos entre 24 y 120 horas. Las células que se han infectado bien han incorporado el shRNA y también el gen de resistencia al antibiótico de modo que sobrevivirán. Las que no han conseguido ser infectadas morirán al no haber adquirido resistencia al antibiótico.

Con las células ya infectadas y seleccionadas, procedemos a determinar los niveles de RNA mensajero del gen que hemos tratado de silenciar y el resultado es el siguiente:

¡Estamos logrando inhibir entre un 80% y un 90% la inhibición de nuestro gen candidato y además de manera estable!

GFPsh es la expresión de nuestro gen sin haber sido inhibido, y los shs 5,6,7,8 y 9  los que han logrado inhibirlo casi por completo.

Con estos buenos resultados nos despedimos hasta enero, donde veremos el efecto que la inhibición de nuestro gen produce en la célula.

¿Morirán al inhibirlo? ¿se suicidarán por apoptosis? ¿detendrán su crecimiento?

¡En enero lo vemos!

Enero 2017

¡Buenos días!

Hoy es un bonito día por dos motivos, es el Día Mundial Contra el Cáncer y casualmente, ¡también mi cumpleaños!

Como recordareis, el mes pasado estuvimos probando los RNAs de interferencia (shRNAs) que diseñamos para inhibir nuestro gen candidato. Afortunadamente cinco de ellos mostraron una inhibición del gen de interés superior al 80%. Es decir, sabemos que las herramientas que estamos utilizando funcionan, y que cuando infectamos las células con los virus que portan nuestro RNA de interferencia logramos inhibir la expresión del oncogén.

El siguiente paso lógico será ver el efecto que la inhibición de ese oncogén produce en las células tumorales KRAS mutadas.

Comenzamos trabajando con una línea celular KRAS mutante (H358) representativa de éste tipo de tumores para inhibir nuestro oncogén candidato y observar el efecto que produce en la viabilidad de éstas células tumorales.

En una placa de pocillos “sembraremos” las células, y añadiremos a unos pocillos:

Virus que cuando infectan las células no inhiben nada (Grupo Control –H358 GFPsh-).

Virus que cuando infectan las células inhiben nuestro oncogén (RNA de interferencia #1 H358 XXXX sh1).

Virus que cuando infectan las células inhiben nuestro oncogén (RNA de interferencia #2 H358 XXXX sh2).

Al primer día tras “sembrar las placas” lo llamaremos día 0 y será nuestro dato con el que comparar el efecto que vemos los días posteriores (en el día 0 aún no hay efecto de inhibición y la viabilidad de las células sigue siendo del 100%).

Recogemos datos a día 3, día 4, día 5 y día 6. Lo lógico sería pensar que, si nuestro gen candidato es clave para la proliferación tumoral, la inhibición del mismo producirá una reducción de la viabilidad de esas células tumorales.

Como veréis a continuación, los primeros resultados que hemos obtenido han sido enormemente satisfactorios. Se puede observar como a día 0 tanto las células donde se ha inhibido nuestro gen candidato (sh1 y sh2) y las células control ( GFPsh) tienen una misma viabilidad y proliferación, pero a medida que avanza la semana, las inhibidas sufren un fuerte impacto en su tasa de viabilidad, reduciéndose en más de un 60% (sh1) y 50% (sh2) la proliferación de las células tumorales.

Los siguientes meses, tendremos que corroborar que ésta tendencia se observa en otras líneas celulares de la misma naturaleza. Además, tendremos que determinar que lo que aquí observamos, no ocurre en células de tejido sano y tumores que no son KRAS mutados (eso significaría que nuestro gen candidato XXXX es específico de la oncogénesis dirigida por KRAS).

¡Un saludo!

 

Febrero 2017

¡Buenos días!

Acabamos febrero con una noticia espectacular, una noticia que nos gustaría compartir con todos vosotros. ¡Acabamos de publicar en una muy buena revista científica parte de los resultados que hemos generado durante estos tres últimos años!

Aquí tenéis un resumen de lo conseguido contado por Silve Vicent, el Investigador Principal (IP) de nuestro laboratorio -y evidentemente mi jefe- a los diferentes medios de comunicación que han dado difusión a la noticia.

Científicos del Centro de Investigación Médica Aplicada (CIMA) de la Universidad de Navarra han identificado un gen crítico, FOSL1, en el desarrollo del cáncer de pulmón y de páncreas. Los resultados del trabajo, en el que colaboran investigadores de Estados Unidos, Reino Unido, Alemania y Dinamarca, se han publicado en el último número de la revista científica Nature Communications.

Alrededor del 25% de los pacientes con cáncer de pulmón y de un 90% con cáncer de páncreas presenta mutaciones en el gen KRAS, el oncogén más frecuentemente mutado en cáncer, para el que actualmente no existen terapias efectivas.

Mediante una novedosa aplicación bioinformática (que analiza muchas series de muestras de pacientes con distintos tipos de cáncer) los investigadores del CIMA han identificado un nucleo de 8 genes regulados por el oncogén KRAS.

Entre ellos, los investigadores se centraron en FOSL1 porque observaron que en cáncer de pulmón y páncreas, “los pacientes con mutaciones en KRAS que presentan altos niveles del gen que hemos identificado muestran el peor pronóstico de supervivencia”, explica el doctor Silve Vicent, investigador del Programa de Tumores Sólidos y Biomarcadores del CIMA y responsable del trabajo.

“Lo más importante es que la inhibicion de FOSL1 conlleva una reducción drástica de los tumores de pulmón y páncreas. Por tanto, estos resultados presentan a este gen como una nueva diana molecular hacia la que orientar nuevos fármacos”, añade el investigador.

El trabajo, que comenzó hace tres años, ha incluido un total de 2.000 muestras de pacientes con cáncer de pulmón, cáncer de pancreas, colangiocarcinoma, carcinoma colorectal y mieloma multiple, así como líneas celulares de tumores humanos y de ratón y modelos modificados genéticamente.

ESTRATEGIA COMBINADA CON FÁRMACOS EN ENSAYOS CLÍNICOS

Los investigadores del CIMA también han demostrado que FOSL1 actúa sobre otro gen, AURKA, cuya expresión hasta la fecha se pensaba que estaba regulada de manera independiente al oncogén KRAS, y para el que actualmente hay en marcha ensayos clínicos con un fármaco que lo inhibe, ha informado el CIMA en un comunicado.

Los investigadores de CIMA han probado, por primera vez, la combinación de fármacos contra AURKA con fármacos contra otro gen importante para tumores con KRAS mutado, MEK, y han observado una mayor eliminación de células tumorales. “Esta estrategia combinada potencia la disminución del tamaño de los tumores con KRAS mutado”, asegura el doctor Vicent.

“El hecho de que ambos fármacos ya estén en la clínica es esperanzador ya que los beneficios de este nuevo tratamiento podrían llegar a los pacientes en un intervalo de tiempo menor”, detalla el experto.

Según ha indicado, “el siguiente paso será identificar biomarcadores de respuesta al tratamiento combinatorio que hemos descrito”. “Este paso es crítico, ya que no todos los pacientes que tienen KRAS mutado son iguales, por lo que hay que definir mejor el tipo de alteraciones moleculares que caractericen a los pacientes que finalmente se puedan beneficiar de esta terapia”, concluye.

Así cerramos febrero, con una gran recompensa al trabajo bien hecho. En marzo veremos cuáles serán los siguientes pasos.

Un abrazo.

Marzo 2017

Alrededor del 25% de los pacientes con cáncer de pulmón y de un 90% con cáncer de páncreas presenta mutaciones KRAS, el oncogén más frecuentemente mutado en cáncer, para el que actualmente no existen terapias efectivas. Debido a que sus mutaciones están implicadas en la iniciación y mantenimiento tumoral, es fundamental  encontrar el talón de Aquiles molecular en la vía de KRAS y frente al que desarrollar nuevas estrategias terapéuticas.

La integración de datos experimentales en ratón y humano identificó  una huella  genes comúnmente sobrexpresados en células que presenta mutaciones en KRAS. Para determinar el valor clínico de los genes identificados, se analizaron datos de distintos tipos de tumores para los que se conocía el estado mutacional de KRAS. En el análisis se han incluido un total de 2.000 muestras de pacientes con cáncer de pulmón, páncreas, colorectal , de vías biliares y mieloma múltiple, así como líneas celulares derivadas de tumores humanos, de ratón y de modelos modificados genéticamente. Un total de 8 genes resultaron relevantes en el contexto de KRAS para los distintos tumores analizados.En el análisis se han incluido un total de 2.000 muestras de pacientes con cáncer de pulmón, cáncer de páncreas, colangiocarcinoma, carcinoma colorectal y mieloma múltiple, así como líneas celulares de tumores humanos y de ratón y modelos modificados genéticamente.

Entre los 8 genes candidatos, el factor de transcripción FOSL1  presentaba la mayor relevancia a nivel clínico. Se observó una relación directa entre los altos niveles de expresión de FOSL1 y el mal pronóstico en pacientes con carcinoma pulmonar y pancreático. A nivel molecular se determinó que la inhibición de FOSL1 conllevaba una reducción drástica de los tumores de pulmón y de páncreas donde KRAS se encontraba mutado. Éstos datos demostraron que FOSL1 es un efector del oncogen KRAS y podría representar una nueva diana molecular hacia la que orientar nuevos fármacos.

Puesto que FOSL1 actúa como un factor de transcripción, se procedió a elucidar su papel regulador en el adenocarcinoma de pulmón inducido por KRAS. Se realizó un análisis transcriptómico de líneas con KRAS mutado donde FOSL1 había sido silenciado, y se obtuvo una huella de genes cuya expresión se encontraba disminuida tras inhibir FOSL1. Además, se observó que ésta huella estaba enriquecida en pacientes que presentaban tumores con la mutación KRAS frente a tumores con KRAS nativo, apareciendo una correlación entre la alta expresión de dichos genes y la peor supervivencia de los pacientes. Estos datos sugirieron que los genes de la huella de FOSL1 , entre los que se encontraba AURKA (Aurora Kinasa A), podrían ejercer un rol crucial en el fenotipo inducido por la pérdida de FOSL1.

AURKA , es una quinasa involucrada en la formación de microtúbulos y en la estabilización del huso mitótico para la cual existe en la actualidad un inhibidor farmacológico en ensayos clínicos. A nivel clínico se observó que pacientes con adenocarcinoma de pulmóny mutaciones en KRAS, presentaban altos niveles de expresión de AURKA y un peor pronóstico de supervivencia. A nivel molecular, el silenciamiento genético de AURKA usando RNAs de interferencia mostró una reducción en la viabilidad y proliferación de las líneas con una activación constitutiva de KRAS frente a las KRAS nativas. Estos resultados demuestran que genes como AURKA pueden tener un papel relevante en la homeostasis de tumores KRAS mutados y que existe una integración de la vía de KRAS oncogénico con genes de progresión mitótica a través de FOSL1, una relación nunca descrita hasta la fecha.

Debido a que la depleción de AURKA recapitulaba el fenotipo observado al silenciar FOSL1  y existía un inhibidor en fase de ensayos clínicos, se desarrolló una estrategia farmacológica combinada frente a tumores con mutación KRAS usando un inhibidor de AURKA (Alisertib) con un inhibidor de MEK1/2 (Trametinib), una de las principales kinasas de señalización de la vía de KRAS oncogénico. La combinación de ambos inhibidores mostró un efecto sinérgico en ensayos in vitro e in vivo en células KRAS mutantes pero no en las KRAS nativo. La combinación de ambos fármacos produjo la regresión del 94% de los tumores en los dos modelos utilizados, mientras que con la administración individual de alisertib y trametinib regresaron un 6% y 31% respectivamente.

Estos resultados demuestran la relevancia funcional y clínica de la vía de FOSL1 y su diana AURKA, cuya inhibición combinada con la de MEK1/2 potencia la disminución del tamaño de los tumores donde KRAS se encuentra mutado. La combinación de ambos fármacos se presenta así como una estrategia terapéutica potencialmente relevante en el tratamiento de tumores pulmonares y pancreáticos KRAS mutados.

Referencia: Vallejo, A. et al. An integrative approach unveils FOSL1 as an oncogene vulnerability in KRAS-driven lung and pancreatic cancer. Nature Communications 8, 14294, doi:10.1038/ncomms14294, 2017.

Abril 2017

¡Buenos días!

Este mes volvemos con un poco de teoría de técnicas para explicar cuáles van a ser nuestros siguientes pasos. Todo explicado con muchas imágenes y lenguaje muy sencillo.

Como ya sabéis, FOSL1 es uno de los genes clave que hemos encontrado en nuestras investigaciones, y que es crítico  en  el desarrollo de tumores dirigidos por el oncogén KRAS. También hemos comentado antes cómo FOSL1 regula otra serie de genes que se encuentran implicados en procesos mitóticos, pero, ¿como los está regulando?.

Existen varias posibilidades, una de ellas sería que FOSL1 regulase otra serie de genes que a su vez regulan la expresión de nuestros genes diana. En este caso la regulación sería indirecta.
Otra posibilidad es que FOSL1 regulase a nuestros genes diana uniéndose directamente a ellos. Aquí la regulación seria directa.

Existen varias posibilidades, una de ellas sería que FOSL1 regulase otra serie de genes que a su vez regulan la expresión de nuestros genes diana. En este caso la regulación sería indirecta.

Otra posibilidad es que FOSL1 regulase a nuestros genes diana uniéndose directamente a ellos. Aquí la regulación seria directa.Uno de los motivos que nos llevó a perseguir FOSL1, es que además de los potentes datos que teníamos sobre él, era un FACTOR DE TRANSCRIPCIÓN (FT). Un FT es un gen que además de comportarse como los demás genes, es capaz de unirse (en su forma de proteína) a otros genes de forma directa y regular su expresión.

Es decir, muy probablemente FOSL1 esté regulando nuestros genes y ,otros que no conocemos, de forma directa uniéndose a ellos.

Para verificarlo y descubrir a qué otros genes puede estar uniéndose y regulando de forma directa vamos a hacer una INMUNOPRECIPITACIÓN DE CROMATINA (ChIP) para FOSL1. Es decir queremos descubrir a que genes se encuentra unido FOSL1 (amarillos).

¿En qué consiste? ¡Os anticipo que es algo bastante espectacular!

Lo que vamos a hacer es unir a nuestra proteína de FOSL1 unas partículas que se llaman anticuerpos (Ac). Éstos anticuerpos se unen solo a FOSL1 y a nada más. Imaginad que a nuestra proteína (FOSL1) le enganchamos una pinza de tender la ropa (Ac). [PASO 1]

 

Luego usaremos unas bolitas microscópicas de metal (beads) a las que se van a unir nuestros anticuerpos. Imaginaos unas pelotas de tenis a las que se pegan nuestras pinzas. Lo que hemos conseguido ahora es tener unido a una bolita de metal nuestra proteína FOSL1 (y los “genes” que FOSL1 lleva unidos). Utilizamos un soporte de imanes para secuestrar todo el complejo que está unido a las bolitas metálicas y eliminamos todo lo que no se ha unido al imán [PASO 2].  Así, conseguimos eliminar todos los “genes” restantes a los que no se une FOSL1 (azules) y nos quedamos con una muestra limpia.

Finalmente, extraemos de todo ese complejo de unión los “genes” que nos interesan (amarillos) y los analizamos para ver qué genes son. [PASO 3]

 

Aunque aquí redactado parezca sencillo, es una técnica bastante más compleja y difícil de conseguir, asi que es probable que los próximos meses escriba posts sobre este tema comentándoos los problemas que nos vamos encontrando…

¡Un saludo!

 

 

 

 

Mayo 2017

¡Buenos días a todos! Este post os lo escribo ya desde Dublín y no desde Pamplona. Acabo de aterrizar para realizar una estancia doctoral internacional a un laboratorio de Dublín donde hacen cosas que de momento, nosotros en Pamplona no dominamos. El objetivo es aprovechar las instalaciones, el equipo, el personal y el conocimiento que tienen en éste centro (Systems Biology Ireland -SBI-) para continuar con nuestra investigación y estudiar mejor el cáncer de pulmón y de páncreas dirigido por el oncogén KRAS. En SBI son expertos en analizar todas las proteínas y fosfoproteínas que se pueden estar produciendo en un tipo tumoral, y con esos datos, elaborar redes de interacción.

Todo el mundo que hace investigación médica, alguna vez en su vida ha visto esto:

Esto es un mapa de señalización simplificado. Podéis ver representada una célula con proteínas en su membrana, que están enviando información -flechas-  a otras proteínas que se encuentran mas abajo, en el citoplasma, y éstas a su vez envían información a otras proteínas del núcleo de la célula que están posadas sobre las hebras de ADN. Así es como funcionan todas las células del cuerpo de manera  simplificada.

En un tumor, esta señalización se altera. Las flechas que antes iban de una proteína a otra, ahora cambian, activan otras proteínas, o aumentan o disminuyen la cantidad de “señal” que antes enviaban, o “hiper-activan” o “apagan” de manera irreversible otras rutas.

Todo empieza con una célula, una única célula que por el motivo que sea (genético o ambiental) comete un fallo a la hora dividirse y crecer, y ese fallo, si no es corregido producirá una catástrofe. Como podéis ver en la parte inferior de la imagen, las células además de regularse interiormente, son capaces de regular y mandar señales fuera de la célula para regular a las vecinas. Si una célula acaba de tener un fallo y se está convirtiendo en tumoral, es capaz de comunicarse con las células sanas vecinas e iniciar un proceso canceroso. Por eso es tan complicado acabar con un cáncer, las células tumorales son capaces de comunicarse.

*** Por cierto, cuando he dicho “todo empieza cuando en una célula sana se produce un fallo” y he dicho que puede venir provocado por un estímulo ambiental, me refiero fundamentalmente al tabaco. Las sustancias nocivas del tabaco se acumulan en los pulmones sobre las células sanas, y con el tiempo, acaban provocando ese fallo y el inicio del cáncer. ***

Y os preguntareis, ¿qué tiene que ver toda esta chapa con lo que Adrián va a hacer allí? Muy sencillo, para elaborar fármacos y terapias frente a los distintos tipos de cáncer, hay que conocer muy bien qué vías de señalización tienen alteradas y qué es lo que han cambiado respecto a una célula normal. La imagen que os he enseñado arriba es la versión simplificada de lo que vengo a hacer a Dublín, un mapa de interacción (interactoma) de nuestro gen FOSL1, en tumores donde KRAS está mutado.

La realidad es algo más parecida a esto:

Como os podéis imaginar, aquí hay mucho trabajo de laboratorio pero también muchísimo trabajo matemático y bioestadístico que a mí se me escapa. Afortunadamente aquí hay matemáticos, físicos, bioestadísticos que usan ecuaciones diferenciales y algoritmos para ir desarrollando estas redes. Básicamente lo que se hace es sobrexpresar -por ejemplo- la cantidad de una proteína A y ver si la proteína B, C y D aumentan. Si vemos que solo aumentan B y C sabemos que – en principio- están por debajo de la proteína A y están regulados por ella. También sabemos que la proteína A no regula D.2017

Junio 2017

Buenos días! Hoy toca resumir como ha sido el mes de Junio.

Ya estoy bastante bien integrado en el nuevo grupo, empiezo a familiarizarme con el tipo de investigación que aquí se hace y a dominar poco a poco las técnicas.

Hasta el momento, hemos estado probando si somos capaces de detectar e inmunoprecipitar las proteínas con las que estamos trabajando, utilizando los sistemas que aquí usan de rutina.  Aunque parezca extraño, no resulta igual de sencillo trabajar con una proteína o con otra.

Como ya recordareis, generalmente se utilizan anticuerpos para detectar las proteínas. Cada proteína tiene una “secuencia” o una “forma diferente”, de modo que los anticuerpos se diseñan para unirse específicamente a esa “secuencia” o “forma”. Una vez se han unido, podemos detectar el anticuerpo y “tirar de él”  para precipitar y detectar nuestra proteína.

Imaginad que en una piscina de 100.000 bolas de plástico, ponemos una pelota de tenis y una pelota recubierta con velcro unida a un hilo. Ponemos cada una de las bolas en las esquinas opuestas de la piscina (para que estén lo más alejadas posible). Si movemos las bolas durante un determinado tiempo, la bola de velcro acabará uniéndose a la pelota de tenis y, tirando del hilo, podremos “detectar” la pelota de tenis entre miles y miles de bolas. Nuestra proteína es la pelota de tenis y nuestro anticuerpo la bola de velcro.

La historia hasta este punto es bonita, pero lo cierto es que la realidad es mucho más complicada. La biología es MUY complicada y las proteínas -para hacer nuestro trabajo más divertido-, pueden encontrarse en diferentes estados de forma (primaria, secundaria, terciaria y cuaternaria).

Los anticuerpos reconocen diferentes partes de la proteína, algunos reconocen zonas de la proteína cuando se encuentra en su estructura cuaternaria (la forma “habitual” de las proteínas), pero otros, sólo lo hacen cuando se encuentra en su forma primaria. Para lo que tratamos de hacer en éstos momentos, necesitamos un anticuerpo que reconozca sí o sí la estructura cuaternaria de nuestra proteína.

Hay proteínas con las que mucha gente ha trabajado y para las que existen anticuerpos muy buenos. Proteínas más extrañas o menos estudiadas o menos habituales, suelen tener disponibles anticuerpos que han sido menos testados, y no siempre funcionan tan bien como la compañía asegura.

De modo que toca poner muy a punto la técnica, los protocolos, los reactivos, y las mezclas químicas para encontrar las mejores condiciones para que el anticuerpo trabaje y se una a la proteína.

En ese punto estoy ahora, una vez tenga una señal “limpia” de la inmunoprecipitación de nuestra proteína, lanzaremos el experimento. Ahí analizaremos a qué otras estructuras se une nuestra proteína para mandar señales que favorecen el proceso tumoral y así comenzar a construir el mapa de regulación que os enseñé el mes pasado.

Os despido desde un Dublín nublado, y con morriña de San Fermines. Se me está haciendo complicado trabajar viendo como se lo pasan mis amigos y mi laboratorio por las calles de Pamplona… Os animo a acercaros por allí, es increíble.

¡Un abrazo a todos!

Julio 2017

¡Buenos días!

Este mes no tengo mucho que contar, estamos analizando las muestras y tardaremos un poco en conocer los resultados. Una vez los tengamos,  podremos comenzar a diseñar esa complicada red de regulación de la que hablamos en el post de mayo.

Y, aprovechando que es Julio ( y Julio suena a vacaciones y a verano) os voy a contar cómo está siendo mi experiencia en Irlanda. Fuera de lo científico.

Hacer un doctorado en investigación biomédica ( que sea experimental) generalmente suele ser muy duro y muy sacrificado. Estoy seguro que cualquiera que lo haya hecho os reconocerá que han tenido momentos muy duros, con malos resultados, de muchísimo trabajo,  de muchísimo estrés, etc. Y es cierto, pero también tiene cosas muy positivas que probablemente no puedas encontrar en la mayoría de puestos de trabajo. Una de ellas es  la posibilidad de realizar una estancia internacional, marcharte fuera de España (si quieres)  a aprender técnicas o procedimientos donde otros laboratorios son mejores. Y, además de aprender cosas nuevas aquí en Systems Biology Ireland (SBI), estoy disfrutando de Dublín y de Irlanda.

Vine un poco preocupado pensando que los irlandeses podían ser gente muy seria y fría, pero todo lo contrario. Es gente muy amable y te van a tratar como a un amigo de toda la vida. Les gusta mucho la vida social y cualquier excusa es buena para beber cerveza. Mucha cerveza. En tus primeros días aprendes que no debes comer una ensaladita si no quieres morir en la cuarta pinta de la tarde.

He tenido suerte con mi grupo de trabajo. Los directores del centro son -Walter Kolch y Boris Kholodenko – Para vuestra sorpresa, el Group Leader  del mi laboratorio ( y mi jefe aquí en Irlanda ) es español y se llama David Gómez Matallanas. Nuestra lab mánager  -Amaya- y nuestra recién llegada postdoc -Lucía- también son “de la casa”. Luego tenemos a unas postdocs irlandesas fantásticas -Niahm y Hilary- que me están ayudando con todo. En SBI hay gente de todas las nacionalidades y lo cierto es que la vida extra laboral con los compañeros es envidiable. Solemos salir juntos a tomarnos pintas, se organizan partidos después del trabajo, pedimos pizzas  a domicilio (al laboratorio) los viernes…  Esto mola.

Me voy a coger unos 10 días de vacaciones a principios Agosto para viajar por Irlanda y ver sus acantilados, ciudades pesqueras, hacer Kayak  (y con suerte ver delfines) , ver la fábrica de la Guinnes, etc. Si en Agosto no hay post puede que no se me haya dado muy bien lo de conducir por la izquierda, veremos!

Os dejo por aquí una foto,

En Agosto volvemos con ciencia… Un abrazo!

Septiembre 2017

¡Muy buenos días!

En este post os resumo lo que hemos estado haciendo durante los meses de Agosto y Septiembre.  Como es evidente, la ciencia avanza muy lenta y muchas veces tardamos en generar resultados positivos ( o al menos, lógicos y fiables). Tenemos datos con bastante buena pinta, que tenemos que validar y ver si realmente son tan interesantes como parecen.

Ya os conté que el equipo de Systems Biology Ireland es bastante potente trabajando en el mundo de las proteínas, y me han estado enseñando a procesar las muestras para meterlas en el Espectómetro de masas -ahora vemos que es eso-. Yo voy creciendo mis diferentes líneas celulares, que como también sabéis provienen de tumores de adenocarcinoma de pulmón y están modificadas para poder silenciar diferentes genes que se expresan de manera “anormal” en ese tejido. Silenciamos la expresión de esos genes y miramos qué es lo que pasa a nivel de proteína. La tecnología que nos permite ver esos cambios se llama espectometría de masas.

De manera muy sencilla: si en una célula identifico 100 proteínas, pero cuando le quito un gen -a esa misma célula- identifico 80 proteínas , es que hay 20 proteínas que posiblemente dependan de alguna manera de ese gen para existir. O en vez de aumentar o disminuir, aparecen proteínas diferentes a las de antes. Existen proteínas que son imprescindibles para que otras oncoproteínas (proteínas cancerígenas) favorezcan la aparición de un cáncer.  Si consiguiéramos modificar alguna de ésas piezas clave -que aún no conocemos- podríamos lograr un impacto muy positivo en los pacientes.

Durante el procesamiento de las muestras,  lo que hacemos es extraer de las células sólo las proteínas. Las proteínas las rompemos a su vez en pedacitos más pequeños que se llaman péptidos. Ésos péptidos (los hay más grandes y más pequeños) los hacemos pasar por dentro de una columna muy delgada, de modo que en función de su tamaño y masa unos se irán separando de otros en distancia. Imaginad que un gordo y un flaco entran seguidos en una calle muy estrecha donde el gordo entra muy justo. El flaco puede avanzar más rápidamente que el gordo y a pesar de haber entrado juntos, el flaco saldrá de la calle muy por delante del gordo. Con los péptidos (cachitos de proteínas pasa lo mismo, los hay más grandes y más pequeños).

Una vez separados unos de otros en el líquido que recorre la columna, los péptidos se vaporizan a muchísima presión en forma de microgotas que se evaporan rápidamente. Hemos pasado de tener los péptidos en fase líquida a tenerlos en fase gaseosa. Esos péptidos voladores, tienen una carga neutra, así que son bombardeados con electrones que cambian su energía y fragmentan aún más los péptidos. Aquí tenemos trocitos de trocitos de proteínas con diferente carga y diferente masa. Un detector identifica esos cachitos según su carga y su masa y posteriormente un software que trabaja con algoritmos matemáticos, reconstruye a partir de los cachitos detectados la proteína la que pertenecen. ¡Increíble!. Hay genios en el mundo capaces de construir esto y de desarrollar este tipo de algoritmos.

Os dejo aquí un vídeo que resume toda ésta chapa que os he metido.

En definitiva, tenemos proteínas interesantes que han aparecido en el análisis y empezaremos a validarlas en breve para determinar si realmente son tan importantes como creemos.

 

¡Un abrazo!